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CARACTERIZAÇÃO MORFOLÓGICA E DA COLORAÇÃO DE FOLHAS DE COUVE DO BANCO DE GERMOPLASMA DO INSTITUTO AGRONÔMICO DE CAMPINAS

Maria do Carmo de Salvo Soares Novo

Angélica Prela-Pantano

Robert Deuber

Roseli Buzanelli Torres

Paulo Espíndola Trani

Ilana Urbano Bron

INTRODUÇÃO

A couve de folhas (Brassica oleracea L. var. acephala), Brassicaceae, é uma hortaliça arbustiva anual ou bienal, cujo consumo no Brasil tem gradativamente aumentado devido, provavelmente, às novas maneiras de utilização na culinária e às recentes descobertas da ciência quanto as suas propriedades nutricêuticas. Em 2006, a área plantada de couve no Estado de São Paulo era de 1200 ha, aumentando para 1424 ha em 2007, com produtividades, nesse período, entre 26,7 e 28,8 toneladas por hectare.

Comparativamente às outras hortaliças folhosas, a couve de folhas destaca-se por seu maior conteúdo de proteínas, carboidratos, fibras, cálcio, ferro, vitamina A, niacina e vitamina C. É ainda uma excelente fonte de carotenóides apresentando a concentração mais alta de luteína e beta caroteno entre as hortaliças. A ingestão na dieta humana de alimentos ricos em luteína e beta caroteno está associada à redução de riscos de câncer no pulmão e de doenças oftalmológicas crônicas como cataratas.

Algumas hortaliças apresentam grande diversidade de formas, tamanhos, cores e sabores. Para essas, a definição e a caracterização desses atributos é muito importante para a comercialização e para o consumidor final, pois o conhecimento mais aprofundado das diferenças pode melhorar seu aproveitamento como alimento e aumentar seu consumo.

Na comercialização de hortaliças folhosas, aspectos da aparência como tamanho, forma, brilho e a cor da folha, principalmente, são um dos principais atributos de qualidade observado pelo consumidor. O aspecto cor das folhas é de fundamental importância, pois o consumidor toma a decisão de comprar, ou não, apenas pela aparência do produto associando a este um indicador de frescor sem considerar a textura, o valor nutricional e o sabor. A cor verde das folhas da couve deve-se à presença de clorofila e sua intensidade está diretamente relacionada com a concentração do pigmento.

Por ocasião da escolha de uma hortaliça folhosa, um dos atributos também considerado pelo consumidor é a morfologia das folhas. No Estado de São Paulo, a cultivar de couve do grupo denominado “Manteiga” é a de maior aceitação comercial por possuir folhas com limbos verde-claros, tenras, lisas ou pouco onduladas, com pecíolos e nervuras verdes bem claras e de rápida cocção. Entretanto, as características morfológicas do material denominado Manteiga variam de região para região. As cultivares com folhas mais escuras e de tamanho maior ou menor, quando comercializadas em maços, apresentam menor preferência pelo consumidor paulista.

Técnicas de medição de cor costumam ser rápidas e simples e são bastante empregadas na pesquisa em alimentos. Diversas escalas de cor têm sido empregadas para descrever este atributo de qualidade. Um dos métodos mais utilizados atualmente é o sistema de colorimetria triestimulus que converte os sinais de uma amostra em unidades relacionadas à maneira como o olho humano vê a cor. Esse sistema define a cor por meio dos elementos luminosidade ou brilho, tonalidade ou matiz e saturação ou cromaticidade. Esses parâmetros permitem caracterizar de maneira quantitativa e qualitativa a cor, definindo-a numericamente. Técnicas de medição de cor costumam ser rápidas e simples e são bastante empregadas na pesquisa em alimentos. Os elementos claridade, saturação e tonalidade definem o sistema conhecido como CIELAB, que atualmente é utilizado pela colorimetria quantitativa. Através desse sistema, podem–se obter os parâmetros colorimétricos L*, a* e b* determinados pela CIE (Comission International de l'Eclairage). O encontro dos três valores define uma cor.

Nos últimos anos, em função da mudança de estilo de vida, com tempo reduzido para o preparo das refeições, tem sido observada demanda crescente por alimentos minimamente processados, especialmente hortaliças, tanto para consumo familiar quanto para uso em restaurantes, lanchonetes e hotéis. Consideram-se como minimamente processados os produtos frescos, sem conservantes, semipreparados, que foram fisicamente alterados, almejando praticidade e conveniência, mas que mantém suas características sensoriais e o frescor do produto inteiro.

Para o produtor é vantajosa a comercialização desse tipo de alimento, pois essa técnica agrega valor transformando-o em um produto diferenciado. Além disso, o produtor garante um comprador certo reduzindo as perdas no processo de comercialização e promovendo melhor aproveitamento da produção. Para a dona de casa, restaurantes e hotéis esse produto é mais prático por eliminar as tarefas de seleção, lavagem, descascamento e corte no preparo de alimentos.

Nos supermercados, a couve minimamente processada é apresentada em bandejas de poliestireno, com as folhas picadas em fatias finas de 1 a 2 mm de espessura e envoltas em filmes plásticos com a atmosfera modificada cuja função é minimizar a respiração e a perda de água sem causar danos ao produto. A couve minimamente processada é um produto com alta perecibilidade devido à rápida perda de turgescência e senescência pós-colheita uma vez que esse tipo de produto, por sofrer estresse mecânico durante o preparo, apresenta alta atividade respiratória e elevada perda de água. Um problema bastante comum em folhosas minimamente processadas é o rápido amarelecimento durante a comercialização. O consumidor prefere, quando busca por folhosas minimamente processadas, aquelas mais escuras por associar a cor mais clara com folhas mais senescentes.

Existem diversas cultivares de couve de folhas em cultivo, sendo classificadas quanto à aparência, cor e textura das folhas. No Brasil, para a couve, há grande confusão e indefinição quanto à denominação das cultivares. Nomes diferentes são dados para a mesma cultivar dependendo da localidade da coleta do material. Alguns genótipos são facilmente caracterizados por aspectos morfológicos, entretanto, outros são muito semelhantes. O banco de germoplasma de couve no IAC é pequeno, mas apresenta grande diversidade morfológica e genética entre clones. Conta com 32 genótipos sendo onze do tipo Manteiga. Para a facilidade de identificação no campo, desde a década de 40, esses materiais foram nomeados por letras do alfabeto conforme a cronologia de sua introdução. Mais recentemente, após a listagem alfabética ter se encerrado, para a introdução de novos materiais adotou-se nomenclatura baseada nos locais de origem dos mesmos ou de alguma característica deste.

            Devido a Lei de Proteção de Cultivares em vigor (Lei n^o 9456 de 25 de abril de 1997 e regulamentada pelo Decreto n^o 2366 de 5 de novembro do mesmo ano e pela Lei n^o 10711 de 2003) é bastante interessante que instituições que possuam banco de germoplasma caracterizem morfologicamente esse material com vista a possíveis lançamentos de cultivares e a sua proteção. Para a obtenção do certificado de proteção e de registro de cultivares junto ao Serviço Nacional de Proteção de Cultivares uma das exigências é que a distinguibilidade entre material seja realizada por meio de margem mínima de descritores específicos para cada espécie. Os objetivos do trabalho foram caracterizar morfologicamente as folhas e, empregando-se índices de cores, avaliar quais os melhores acessos de couve pertencente ao banco de germoplasma do IAC para serem comercializados frescos, em maços, ou minimamente processados.

MATERIAL E MÉTODOS

Os genótipos de couve das folhas do banco de germoplasma do IAC foram cultivados em condições de campo em Latossolo Vermelho, em Campinas, SP. A denominação dos genótipos de couve do IAC e a respectiva identificação dos materiais no banco de germoplasma são apresentadas na Tabela 1.

As mudas foram formadas pelo sistema de estaquia verde coletando-se as brotações laterais, com três a quatro centímetros de altura e dois folíolos, no terço basal das plantas matrizes. Os vasos plásticos empregados na produção de mudas eram de cor preta, com diâmetro superior de 8 cm e 0,5 L de capacidade. Essas foram plantadas em substrato da marca comercial Plantmax HA, composto de casca de pinus carbonizada e vermiculita e, formadas em estufa com cobertura plástica de polietileno transparente, com trama de 150 mm, e com laterais cobertas com tela tipo sombrite de 2 mm de abertura, desde a superfície do solo até dois metros de altura.

Por ocasião do transplantio, 45 dias após o inicio de sua formação, as mudas estavam, com pelo menos de sete a oito centímetros de altura, vigorosas, bem formadas e bem enraizadas e foram transplantadas em condições de campo em solo cujos resultados das análises química e granulométrica de amostra composta coletada no experimento foram: matéria orgânica: 21 g dm^-3; pH em CaCl_2: 6,1; P resina: 6 mmol_c dm^-3; K: 0,8 mmol_c dm^-3; Ca: 23 mmol_c dm^-3; Mg: 9 mmol_c dm^-3; H+Al: 15 mmol_c dm^-3; SB: 23 mmol_c dm^-3; CTC: 48 mmol_c dm^-3; V: 69%; Fe: 8 mg dm^-3; Mn: 1,6 mg dm^-3; Cu: 1,1 mg dm^-3; Zn: 0,5 mg dm^-3e B: 0,13 mg dm^-3, argila: 390 g kg^-1, silte 80 g kg^-1, areia grossa: 340 g kg^-1, areia fina: 190 g kg^-1.

O solo foi corrigido com o equivalente a 1 t ha^-1 de calcário dolomítico fino (PRNT=90%) trinta dias antes do transplantio. Quinze dias após a aplicação do calcário foi aplicado ao solo o equivalente a 200 kg ha^-1 de P₂O₅ (na forma de superfosfato simples), 90 kg ha^-1 de K₂O (na forma de sulfato de potássio) e 0,5 kg ha^-1 de B (na forma de bórax).  As coberturas nitrogenadas iniciaram-se catorze dias após o plantio aplicando-se o equivalente a 20 kg ha^-1 de N na forma de nitrato de amônio. Na metade do ciclo, com o crescimento das plantas, aumentaram-se as doses para o equivalente a 30 kg ha^-1 de N empregando-se o mesmo fertilizante nitrogenado. O solo foi irrigado sempre que necessário. Para evitar a quebra das hastes, as plantas de todos os genótipos foram tutoradas com estacas de bambu.

Sessenta dias após o transplantio, coletaram-se dez folhas comerciais de cada um dos genótipos, desde que não apresentassem deformações decorrentes de fatores externos como pragas, doenças e granizo. As folhas foram separadas das hastes, lavadas em água corrente e imediatamente avaliadas. Em cada folha determinou-se o comprimento do limbo foliar ao longo da nervura principal, a largura máxima do limbo foliar perpendicular à nervura principal, a massa fresca e a área foliar. Determinaram-se os valores dos limites superior e inferior considerando todos os genótipos e cada um em particular. Com os valores obtidos considerando todos os genótipos, determinou-se a amplitude das medidas e estas foram divididas em cinco classes. As médias das medidas realizadas para essas variáveis nos diferentes genótipos foram classificados dentro dessas classes.

Com base em descrições organográficas avaliou-se em condição de laboratório e, posteriormente no campo, as seguintes características botânicas: forma e cor da folha, aspectos da base e do ápice, presença ou ausência de ala, forma e cor da margem do limbo e cor da nervura. As características botânicas foram documentadas por meio de fotografias.

As cores do limbo foliar foram avaliadas empregando-se o sistema de leitura L*, a* e b* com auxílio do colorímetro Minolta CR-10. Esses parâmetros representam os eixos de um diagrama tridimensional. A luminosidade ou brilho é expressa pelo parâmetro L* que é uma medida da escala de cinza, entre o preto e o branco, em uma faixa de medida que varia de 0 - 100, onde L* = 0 tem-se o preto absoluto e 100, o branco total. A tonalidade é expressa pelas cores primárias vermelho, verde, amarelo e azul. Valores positivos de a* indicam cores vermelhas, enquanto que valores negativos representam cores verdes. Da mesma forma, valores positivos de b* demonstram cores amarelas e valores negativos demonstram cores azuis. A quantificação da cor foi realizada pela leitura direta da reflectância das coordenadas L*, a* e b* empregando-se colorímetro tristímulo para o iluminante 10º/D65. Para cada amostra de folhas, duas leituras na porção superior e duas na inferior do dorso e na parte adaxial do limbo foram realizadas.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

MORFOLOGIA DAS FOLHAS

A couve apresenta grande diversidade morfológica principalmente quanto à coloração, à forma das folhas e à estrutura das plantas. Na Figura 1 pode-se observar plantas de alguns genótipos de couve do banco ativo de germoplasma do IAC como AV, V e CB que apresentam folhas com forma e cores distintas.

Couve Andradas Variegata (AV)	Couve Vale das Garças (V)	Couve Cabocla (CB)
Figura 1. Plantas dos genótipos de couve Andradas Variegata (AV), Vale das Garças (V)  e Cabocla (CB) do banco ativo de germoplasma do IAC.

Todas as plantas de couve apresentaram porte ereto sendo que algumas apresentavam maior cobertura do solo e altura que as outras. Os entrenós do talo variaram bastante dentro de uma mesma planta podendo ser observado que, no início do ciclo, estes eram mais largos e depois, mais curtos. As folhas dos genótipos de couve do tipo manteiga, em número de onze, que apresentam limbo de cor mais clara são apresentadas na Figura 2.

Os valores dos limites inferior e superior de cada genótipo e de classe considerando-se as medidas das dez folhas de cada genótipos são apresentados, respectivamente nas Tabela 2 e 3. As médias das avaliações das diferentes variáveis para cada genótipos são apresentadas na Tabela 4. Com essas médias as classificações para cada material é apresentado na Tabela 5.

Considerando-se as médias das variáveis analisadas dos diferentes genótipos pode-se observar que, de modo geral, ‘D’, ‘F’, ‘G’, ‘J’ e ‘S’ foram classificadas como 1 na escala discriminada na Tabela 3 quanto ao comprimento e largura do limbo, massa fresca e área foliar (Tabela 5). Também foi classificado na classe 1 a massa fresca de folhas e a área foliar dos genótipos B, C, H, M, N e AV.

De modo geral, os genótipos A, B, C, E, H, I, L, M, N, S, e AV apresentaram folhas com tamanho de limbo classificada na classe 2. Os genótipos I, L, O, P, R, U, V, Y, L1, OP e SE também apresentam massa fresca e área foliar classificados como 2. Esses materiais que se caracterizam por apresentarem folhas com até 27 cm de comprimento, 21,10 cm de largura e com 568,80 cm² de área foliar são mais adequados para serem comercializados em maços devido ao fácil manuseio e transporte e por ocuparem um espaço adequado nas gôndolas do supermercado (Tabela 5).

Verificou-se que os genótipos K, O, P, R, U, V, X e ME;  I, L, O, P, R, U, W, Y, Z, L1, SE; K, Q, T, W, X, Z, ME e  K, Q, T, W, X, Z, L1,  OP apresentaram, respectivamente, comprimento e largura de limbo, massa fresca e área foliar na classe 3 (Tabela 5). Os genótipos Q, T, W, Y, Z, L1, OP, SE  e K, Q, T, V, X, OP enquadraram-se na classe 4 quanto ao comprimento e largura do limbo. Entretanto apenas ‘ME’ apresentou área foliar nessa classe. O genótipo híbrido CB foi o único com tamanho de folhas, massa fresca e área foliar na classe 5. Embora as folhas das plantas dos genótipos da classe 4 e 5 possam ser comercializadas em maços, seu uso é preferencial para produtos minimamente processados em função do tamanho e da área foliar do material

Em relação à morfologia das folhas dos genótipos de couve verificou-se que estes apresentaram diferentes formas de limbo, inclusive na mesma planta. A seguir é apresentada a morfologia foliar predominante para cada genótipo:

a)      orbicular e assimétrico: A, D, F, G, L e M (Figura 3)

b)      orbicular, às vezes assimétrico: B, I, K, Q e L1 (Figura 4)

c)      orbicular: C, E, H, J, N, O, R, T, U, V, Z e MN (Figura 5)

d)      oval-elíptico: P, AV, CB e SE (Figura 6)

e)      elíptico-oblongo: X (Figura 7)

f)       oval-oblongo, às vezes assimétrico: W (Figura 8)

g)      elíptico: Y (Figura 9)

h)      oval: O.P. (Figura 10)

Na maioria dos genótipos de couve, os pecíolos eram de cor verde (A, B, F, H, K, P, Q, R, S, T, U, X, Y, CB, L1 e OP – Figura 11), mas também foram observados verdes com manchas roxas (E – Figura 12), verdes levemente arroxeados na base (G, I, J, L, M, N, W, MN e SE – Figura 13), brancos com tons arroxeados (AV – Figura 14), branco-esverdeados (D – Figura 15) e roxos (C, O e V – Figura 16).

Nos genótipos G e O, a base era estreito-auriculada (Figura 17), em J e P auriculada-assimétrica (Figura 18), em N e V curto-auriculada assimétrica (Figura 19) e em CB curto-auriculada (Figura 20). No outros materiais a base se apresentava amplo-auriculada (Figura 21). Todos os genótipos apresentaram próximo da base, no pecíolo, projeções aladas irregulares (Figura 22).

Os ápices dos genótipos de couve podem ser classificados como:

a)      arredondado: D, E, F,G, I, N,O, P, Q, R, S, V, X, Y, L1 e OP (Figura 23)

b)      arredondado assimétrico: N (Figura 24)

c)      arredondado, emarginado: H, J, L, U, CB e MN (Figura 25)

d)      agudo: W, AV e SE (Figura 26)

e)      obtuso: A e B (Figura 27)

f)       obtuso a truncado: C (Figura 28).

Quanto às nervuras, na maioria dos genótipos, são branco-esverdeadas (A, B, D, F, H, K, Q, R, S, T, U, W, X, Y, Z, CB, L1 e OP – Figura 29). Entretanto, também podem ser observadas nervuras branco-esverdeadas cm tons arroxeados (L – Figura 30), branco-esverdeadas com manchas roxas na face adaxial e arroxeadas na abaxial (E – Figura 31), branco-esverdeadas com algo arroxeado na face abaxial (G e N – Figura 32), branco-esverdeadas com a nervura central com tons arroxeados (J), branco-arroxeado (AV e SE – Figura 33) e branco-arroxeado a branco-esverdeado (MN – Figura 34). No genótipo P as nervuras são verdes (Figura 35) e em ‘C’ e ‘V’ as nervuras são roxas (Figura 36). No genótipo O as nervuras são verde-arroxeadas na face adaxial e roxas na abaxial (Figura 37).

Quanto à forma das margens predominam entre os materiais as sinuadas e denticuladas, em diferentes combinações:

a)      levemente sinuada, denticulada: D e I (Figura 38)

b)      irregularmente sinuada, denticulada: A e B (Figura 39)

c)      sinuada, espaçadamente denticulada: C, E, F, N, S, T, U, V, AV, e CB (Figura 40)

d)      levemente sinuada, irregularmente denticulada: U (Figura 41)

e)      sinuada, irregularmente denticulada: W (Figura 42)

f)       sinuada ondulada, denticulada: X, Y, Z, L1 e MN (Figura 43)

g)      partida, lacerada (Figura 44).

Na maioria dos genótipos as margens são de cor roxa (Figura 45), mas alguns como K, P, S, U, X, Y, Z, OP e MN são verdes (Figura 46) e outros como ‘G, arroxeados (Figura 47).

Figura 44. Margem partida, lacerada: G e SE.

Figura 45. Margem de cor roxa: V.	Figura 46: Margem de cor verde: K, P. S, U, X, Y, Z, OP e MN.
Figura 47. Margem arroxeada: G.

Alguns dos genótipos denominados de Manteiga apresentam o limbo entre as nervuras bulado  (J, L, M, N e O – Figura 48) e em ‘I’, as nervuras são proeminentes, dando às folhas um aspecto de rija (I – Figura 49).

COLORAÇÃO DE FOLHAS

A denominação dos genótipos, na maioria dos casos, reflete o local de coleta de cada um. Esse material apresenta grande variação na coloração do limbo, das nervuras e pecíolos. A variabilidade quanto à forma e coloração desses genótipos pode ser observada em algumas fotos de folhas na Figura 50. Verificou-se que além das folhas dos genótipos de couve Manteiga de Ribeirão Pires, Roxa I-919, Manteiga I-916, Crespa I-918, Crespa de Capão Bonito, Serrilhada, Orelha de Elefante e Vale das Garças apresentarem forma e cor do limbo diferenciada, também podem ser observadas diferenças nas margens, ápice, base das folhas e na área foliar.

Em relação à luminosidade e cromaticidade, a maior parte dos genótipos de couve apresentou valores de L*, a* e b* semelhantes entre as faces dorsal e adaxial, como pode ser observado nos genótipos Seção de Leguminosas e Verde-Escura (Figura 51). Entretanto, em alguns genótipos como o Gigante I-915 e Manteiga Jundiaí a face dorsal apresenta valores superiores de L*, a* e b*, e na Pires de Campinas e Hortolândia, esses valores mais elevados ocorrem na face adaxial (Figura 52).

Figura 50. Diferenças na morfologia das folhas e nas colorações dos limbos e dos pecíolos dos genótipos de couve do Banco Ativo de Germoplasma do IAC Manteiga de Ribeirão Pires (A), Roxa I-919 (C), Manteiga I-916 (F), Crespa I-918 (G), Crespa de Capão Bonito (I), Serrilhada (SE), Orelha de Elefante (U) e Vale das Garças (V).

Figura 51. Faces adaxial e dorsal dos genótipos de couve Seção de Leguminosas (K) e Verde- Escura (P) com luminosidade e cromaticidade semelhantes.

Figura 52. Genótipos de couve Gigante I-915 (E)  e Manteiga Jundiaí (L) com os valores superiores de L* e a* e menores em b* na face dorsal e Pires 2 de Campinas (R) e Hortolândia (T) na face adaxial.

Para o consumo de folhas de couve in natura, frescas, devem ser preferidos os genótipos que apresentam os valores de L* e b mais elevados e de a* menos negativos (verdes mais claros). Para o consumo in natura destacaram-se os genótipos: Japonesa, Manteiga de Mococa, Manteiga I-916, Manteiga I-1811, Manteiga Jundiaí, Manteiga Ribeirão Pires I-2446, Manteiga São Roque I-1812, Manteiga São José, Mendonça, Orelha de Elefante, Pires 2 de Campinas e Serrilhada (Figura 53). 

Figura 53. Genótipos de couve que se destacaram para serem consumidos in natura: Japonesa, Manteiga de Mococa, Manteiga I-916, Manteiga I-1811, Manteiga Jundiaí, Manteiga Ribeirão Pires I-2446, Manteiga São Roque I-1812, Manteiga São José, Mendonça, Orelha de Elefante, Pires 2 de Campinas e Serrilhada

Para os produtos minimamente processados, a preferência deve ser por genótipos com valores de L* e b* menores (mais escuros) e com a* mais negativos. Para a comercialização em bandejas, minimamente processadas, os genótipos mais adequados foram: Artur Nogueira 3, Cabocla, Comum, Crespa de Capão Bonito, Gigante I-915, Hortolândia, Leguminosa 1, Manteiga Tupi,  Pires 1 de Campinas, Roxa I-919, Seção de Leguminosas e Verde Escura (Figura 54).

Figura 54. Genótipos de couve do banco de germoplasma do IAC que se destacaram para serem empregados como produto minimamente processado: Artur Nogueira 3, Cabocla, Comum, Crespa de Capão Bonito, Gigante I-915, Hortolândia, Leguminosas 1, Manteiga Tupi, Pires 1 de Campinas, Roxa I-919, Seção de Leguminosas e Verde-Escura.

Embora o acesso Andradas Variegata tenha características de a* e b* que o classificaria como material para ser empregado como produto minimamente processado, em virtude de apresentar bordos brancos, que seriam descartados no processamento, deve ser empregado mais como ornamental (Figura 55).

Figura 55. Faces adaxial e dorsal do genótipo Andradas Variegata.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

AUTRAN, C.S.; GONÇALEZ, J.C. Caracterização colorimétrica das madeiras de muirapiranga (Brosimum rubescens Taub) e de seringueira (Hevea brasiliensis, clone Tjir Müll. Arg.) visando à utilização em interiores. Ciência Florestal, v.16, n.4, p.445-451, 2006.

BELL, A.D. Plant form – an illustrated guide to flowering plant morphology. Oxford: Osford University. 2010. 341p.

BEENTJE, H. The Kew plant glossary – an illustrated dictionary of plant terms. Kew: Royal Botanical Gardens. 2010. 160p.

CABRAL-MALHEIROS, G.; HECKTHEUR, L.H.R.; CANTO, M.W., BALSAMO, G.M. O tempo e o tipo de embalagem sobre a erva-mate tipo chimarrão durante armazenagem em condições ambientais. Ciência Rural, Santa Maria, v.40, n.3, p.654-660, 2010.

CAMARGO, A.N.M.M.P.; CAMARGO, F.P.; CAMARGO FILHO, W.P.C. 2008. Distribuição geográfica da produção de hortaliças no Estado de São Paulo: participação no País, concentração regional e evolução no período 1996-2006. Informações Econômicas,  38: 28-35.

CAMARGO, L.S. As hortaliças e seu cultivo. 1984. 2ªed. rev. aumentada. Campinas: Fundação Cargill. p.210.

CAMARGO FILHO, W.P.;  CAMARGO,  F.P. Análise das alterações na cadeia de produção de hortaliças em São Paulo,1995-2007. IEA/CATI. Anuários, banco de dados. 2009.Disponível em http://www.iea.sp.gov.br. Acessado em 27 de abril de 2009.

CHAKWIZIRA, E. 2008. Growth and development of ‘Pasja’ and kale crops with two methods and four rates of phosphorus (P) application. Lincoln: Lincoln University. (Tese de Mestrado). Disponível em http://researcharchive.lincoln.ac.nz/dspace/handle/ 10182/929. Acessado: 16 de abril de 2009.

FILGUEIRA, F.A.R. Novo manual de olericultura. 2000. Viçosa: UFV. 420p.

HUSSAR G.J; PARADELA A.L.; SERRA W.; JONAS T.C.; GOMES J.P.R. Efeito do uso do efluente de reator anaeróbio compartimentado na fertirrigação da couve. Revista Ecossistema, v. 29, p.65-72, 2004.

LEFSRUD, M.; KOPSELL, D.; WENZEL A; SHEEHAN, J. Chances in kale (Brassica oleracea L. var. acephala) carotenoid and chlorophyll pigment concentrations during leaf ontogeny. Scientia Horticulturae, v. 112, p.136-141, 2007.

NIEUWHOF, M. Cole Crops. 1969. Londres: World Crops Books. p.92-95.

RODRIGUES, G.; ALVES, M.A.A.B.F.; MALUF, W.R. Hortaliças minimamente processadas. Lavras: Universidade Federal de Lavras. Departamento de Agricultura. Grupo de Estudos de Olericultura. 1ª. ed.. 1999. 3p. (Boletim Técnico de Hortaliças). http://www2.ufla.br/~wrmaluf/btho31.html. Acesso em 3-5-2010.

TAVARES, M.; TRANI, P.E.; SIQUEIRA, W.J. 1998. Couve. Brassica oleracae L. var. acephala. In: FAHL, J.I.; CAMARGO, M.B.P.; PIZZINATTO, M.A.; BETTI, J.A.; MELO, A.M.T.; DEMARIA, I.C.; FURLAN, A.M.C. (eds). Instruções agrícolas para as principais culturas econômicas. 6^a ed. rev. atual. Campinas: Instituto Agronômico. p.201-202. (Boletim 200).

TELES, C.S. Avaliação física, química e sensorial de couve (Brassica oleracea L. var. acephala) minimamente processada, armazenada sob atmosfera modificada. 2001. 119p. UFV: Tese de Mestrado. Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos. ftp://ftp.bbt.ufv.br/teses/Cesar%20SIMAS%20TELES.PDF. Acesso em 3-5-2010.

TRANI, P.E. 2008. Avaliação agronômica, organoléptica e caracterização botânica da coleção de germoplasma de couve de folhas do IAC. São Paulo: Secretaria de Agricultura e Abastecimento.  3p. (Projeto SIGA, NRP 137).

Maria do Carmo de Salvo Soares Novo, Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Ecofisiologia e Biofísica, Instituto Agronômico de Campinas – APTA, jpsnovo@iac.sp.gov.br

Angélica Prela-Pantano, Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Ecofisiologia e Biofísica, Instituto Agronômico de Campinas – APTA, angelica@iac.sp.gov.br

Robert Deuber, Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Ecofisiologia e Biofísica, Instituto Agronômico de Campinas – APTA, rdeuber@iac.sp.gov.br

Roseli Buzanelli Torres, Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Recursos Genéticos Vegetais, Instituto Agronômico de Campinas, Jardim Botânico – APTA, rbtorres@iac.sp.gov.br

Paulo Espíndola Trani, Centro Avançado de Pesquisa Tecnológica do Agronegócio de Horticultura, Instituto Agronômico de Campinas – APTA, petrani@iac.sp.gov.br

Ilana Urbano Bron, Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Ecofisiologia e Biofísica, Instituto Agronômico de Campinas – APTA, ilana@iac.sp.gov.br